Exploration de l'oxygène

May 18, 2023

Rapports scientifiques volume 12, Numéro d'article : 18243 (2022) Citer cet article

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La sécurité microbiologique des dispositifs médicaux est d'une importance primordiale pour les patients comme pour les fabricants. Cependant, lors de leur utilisation, les dispositifs médicaux seront inévitablement contaminés par des micro-organismes, y compris des agents pathogènes opportunistes. Il s'agit d'un problème particulier si ces dispositifs entrent en contact avec des sites corporels porteurs de charges bactériennes élevées, comme la cavité buccale. Dans la présente étude, nous avons étudié si des concentrations élevées d'oxygène peuvent être appliquées pour désinfecter des surfaces contaminées par différentes bactéries Gram-positives et Gram-négatives. Nous montrons que certains agents pathogènes opportunistes, illustrés par Pseudomonas aeruginosa, sont particulièrement sensibles aux concentrations d'oxygène supérieures à la concentration d'oxygène atmosphérique de 21 %. Nos observations montrent également que des concentrations élevées d'oxygène peuvent être appliquées pour réduire la charge de P. aeruginosa sur les nébuliseurs utilisés par les patients atteints de mucoviscidose, qui sont particulièrement sensibles à la colonisation et à l'infection par cette bactérie. Nous concluons que l'efficacité de la désinfection par l'oxygène dépend de l'espèce bactérienne, de la durée d'exposition à l'oxygène et de la concentration en oxygène. Nous considérons ces observations pertinentes, car les mélanges de gaz à haute teneur en oxygène peuvent être facilement appliqués pour la décontamination microbienne. Cependant, le principal défi des approches de désinfection à base d'oxygène réside dans une élimination potentiellement incomplète des contaminants microbiens, ce qui rend l'utilisation combinée avec d'autres désinfectants comme l'éthanol ou le peroxyde d'hydrogène recommandable.

L'élimination des micro-organismes potentiellement pathogènes des équipements médicaux par désinfection ou stérilisation est une exigence cruciale à laquelle les fabricants doivent répondre pour assurer la sécurité des patients et le respect des normes des autorités sanitaires. Selon les Centers of Disease Control and Prevention (CDC), la stérilisation est définie comme "l'élimination ou la destruction complète de toutes les formes de vie microbienne, qui est accomplie dans les établissements de santé par des moyens physiques ou chimiques". Ainsi, la stérilisation ne doit pas être confondue avec la désinfection, qui est définie comme « un processus qui élimine un grand nombre ou la totalité des micro-organismes, à l'exception des spores bactériennes »1,2.

Il existe plusieurs méthodes de désinfection ou de stérilisation qui, dans la pratique quotidienne, sont appliquées en fonction de la nécessité d'éliminer les contaminants microbiens et des propriétés des dispositifs à décontaminer2,3. L'ozone gazeux est actuellement appliqué comme une alternative viable aux désinfectants conventionnels, étant particulièrement efficace dans les environnements où l'utilisation de désinfectants liquides peut s'avérer incompatible avec certains biomatériaux4. D'autres méthodes de désinfection courantes reposent sur l'utilisation d'autres agents oxydants, tels que l'hypochlorite de sodium, la povidone iodée, le peroxyde d'hydrogène ou l'acide peracétique5. Les options alternatives reposent sur l'utilisation d'alcool, de chlorhexidine, de composés d'ammonium quaternaire ou de glutaraldéhyde5. Afin d'obtenir l'élimination complète des spores, l'autoclavage, les vapeurs d'oxyde d'éthylène, de peroxyde d'hydrogène ou le plasma sont préférés5,6. En particulier, le peroxyde d'hydrogène vaporisé est largement utilisé pour la stérilisation des dispositifs médicaux, représentant un pilier important pour les approches de stérilisation gazeuse non thermique7.

La « classification de Spaulding » facilite la sélection des niveaux appropriés de décontamination microbiologique, ce qui est particulièrement utile pour les dispositifs médicaux réutilisables8. Le risque d'infection pour le patient utilisant un dispositif médical détermine le choix d'une procédure appropriée de décontamination. Plus précisément, Spaulding a défini trois classifications différentes pour les dispositifs médicaux, à savoir critiques, semi-critiques et non critiques. Les dispositifs médicaux critiques comprennent les équipements qui entrent ou sont en contact avec les tissus stériles, les dispositifs semi-critiques comprennent les équipements qui entrent en contact avec la peau ou les membranes sans les pénétrer, et enfin les dispositifs non critiques comprennent les équipements qui ne touchent que la peau intacte mais pas les muqueuses8. Ces trois catégories sont attribuées en fonction de la gravité du risque d'infection8,9.

Une condition clinique qui rend les patients particulièrement vulnérables à la colonisation microbienne et aux infections opportunistes est la fibrose kystique (FK), une maladie héréditaire qui provoque l'accumulation anormale de mucus dans les poumons en raison de mutations dans la protéine régulatrice de la conductance transmembranaire de la CF10,11. En conséquence, les patients atteints de mucoviscidose ont une prédisposition accrue à la colonisation des voies respiratoires et à l'infection par des pathogènes bactériens opportunistes. Pseudomonas aeruginosa12 est un exemple d'agent pathogène qui profite de l'accumulation de mucus dans les voies respiratoires des patients atteints de mucoviscidose. Cette bactérie est un pathogène aérobie non sporulant d'importance clinique particulière, responsable de diverses infections respiratoires, urinaires et du site opératoire, ainsi que de bactériémies13. Le traitement des patients atteints de mucoviscidose atteints de P. aeruginosa repose sur l'inhalation d'antibiotiques, tels que la colistine, la tobramycine, l'aztréonam ou la lévofloxacine14. Étant donné que l'administration à long terme d'antibiotiques peut provoquer une résistance bactérienne, il est important de minimiser l'exposition du patient à P. aeruginosa. En conséquence, il existe un besoin de procédures simples pour éliminer cet agent pathogène des dispositifs d'inhalation que les patients fibro-kystiques utilisent quotidiennement. De plus, les appareils tels que les nébuliseurs sont généralement utilisés à domicile, ce qui nécessite des protocoles de décontamination conviviaux qui n'impliquent pas de réactifs toxiques ou d'équipements compliqués. Des recherches antérieures ont montré que cela peut être réalisé par un traitement à l'ozone pendant seulement 5 min15.

Une procédure de désinfection potentiellement intéressante pour un usage domestique pourrait être basée sur l'exposition bactérienne aux espèces réactives de l'oxygène (ROS). Ces ROS comprennent des radicaux hautement réactifs, des peroxydes et des superoxydes dérivés de l'oxygène moléculaire (O2), qui infligent des dommages mortels aux cellules bactériennes16,17. Les effets bactéricides des ROS ne se manifestent cependant que s'il existe un déséquilibre entre l'exposition à l'oxygène/ROS et les défenses antioxydantes bactériennes18,19. Par exemple, de nombreuses bactéries sont capables d'atténuer les effets destructeurs de l'oxygène et des ROS en déployant des enzymes spécifiques, telles que les catalases, les peroxydases et les superoxyde dismutases17. La mesure dans laquelle l'oxygène et les ROS sont nocifs pour les bactéries dépend généralement des niveaux d'oxygène dans leur niche écologique. Ainsi, une large distinction peut être faite entre les aérobies et les anaérobies, les premiers étant capables de produire des enzymes antioxydantes, tandis que les seconds n'ont pas cette capacité. L'oxygène est généralement toxique pour les anaérobies, comme en témoignent les anaérobies stricts qui peuvent tolérer un maximum de 0,5 % d'oxygène, tandis que les anaérobies obligatoires modérés peuvent supporter 2 à 8 % d'oxygène20. D'autre part, la présence d'antioxydants et d'enzymes piégeuses de ROS confère aux aérobies une tolérance à l'oxygène atmosphérique (21%). Il est important de noter que l'équilibre homéostatique oxydant / antioxydant peut être rompu par une surexposition à l'oxygène et aux ROS qui submerge les mécanismes de défense bactérienne et conduit à la mort bactérienne21.

La portée de la présente étude était d'examiner si les traitements à base d'oxygène peuvent éliminer efficacement les bactéries des dispositifs médicaux que les patients fibro-kystiques utilisent à domicile, et de comparer leur efficacité à celle des désinfectants couramment appliqués, tels que l'éthanol et le peroxyde d'hydrogène. À cette fin, des mélanges de gaz avec une teneur en oxygène supérieure à 21 % ont été examinés pour la décontamination potentielle des nébuliseurs utilisés pour traiter les patients atteints de mucoviscidose.

Pour la présente étude de preuve de principe, nous avons appliqué des souches de type bactérien bien caractérisées et facilement disponibles pour faciliter les comparaisons inter-laboratoires. En particulier, les souches suivantes ont été utilisées tout au long des expériences : Escherichia coli ATCC 25 922, Staphylococcus aureus HG-001, Enterococcus faecalis ATCC 29 212, Enterococcus faecalis ATCC 51 299, Klebsiella pneumoniae ATCC 11 228 et P. aeruginosa ATCC 27 853. Chaque souche a été stockée dans du glycérol à 20 % et congelée à -80 °C. À partir des stocks congelés, chaque souche a été étalée sur des plaques de gélose au sang (BA) et cultivée pendant une nuit à 37 ° C. Le lendemain, 5 à 6 colonies ont été sélectionnées pour inoculer 20 ml de bouillon de lysogénie (LB ; Oxoid). Des bouteilles en verre de 100 ml ont été utilisées pour cultiver les bactéries à 37 ° C avec une agitation de 250 tr/min pendant 4 h. Des dilutions appropriées ont été effectuées pour obtenir un inoculum de départ final avec une densité optique mesurée à 600 nm (OD600) de 0,05. Il convient de noter que nous avons appliqué les mesures OD600 comme norme pour la densité des cellules bactériennes tout au long des présentes études, au lieu de la norme alternative McFarland22,23.

Les différentes bactéries ont été cultivées comme décrit ci-dessus. Une suspension de culture saline tamponnée au phosphate (PBS) 1 ×, correspondant à 2–4 × 106 unités formant colonies (UFC)/mL a été sélectionnée comme inoculum de départ pour le test. À l'aide de plaques à 24 puits, des triples contenant 20 µL d'inoculum ont été répartis au fond des puits individuels. La plaque a ensuite été laissée sécher à l'air, avec le couvercle fermé pendant 1,5 h dans une armoire à flux d'air laminaire (LAF). Après séchage, la plaque a été transférée dans un incubateur à gaz sur mesure (Fig. 1). Le couvercle de l'incubateur a été fermé sur la chambre, puis rincé pendant 5 min avec le mélange d'oxygène sélectionné à 0,8 kPa. Par la suite, le flux de gaz a été arrêté et l'entrée et la sortie de l'incubateur ont été fermées. Des durées de traitement de 1, 5, 10 ou 30 min à température ambiante (TA) ont été utilisées. Après le traitement, les incubateurs ont été ouverts et les plaques de 24 puits ont été incubées à température ambiante pendant 20 h. Chaque puits a ensuite été lavé avec 600 µL de PBS 1x, pour collecter les bactéries. Enfin, les bactéries viables restantes ont été quantifiées par dilutions en série, placage sur BA et comptage des colonies, ce qui a permis le calcul des UFC/mL respectifs.

Montage expérimental de chambres d'incubation de gaz. A partir de (1), la bouteille de gaz est reliée à une soupape de pression (2). Un tube en plastique (3) relie la soupape de pression à l'entrée de l'incubateur (4). Sur l'incubateur, une soupape de pression est également présente (5). Dans l'incubateur (6), la plaque de gélose expérimentale (7) ou la plaque de microtitration à 24 puits (non représentée) est placée. Une fois que l'incubateur est scellé avec le couvercle et rincé avec le mélange gazeux approprié, le flux de gaz est autorisé à travers une sortie (8) située à l'opposé polaire de l'entrée. Enfin, un tube réglable est relié à la sortie qui peut être obturée (9).

Les incubateurs à gaz illustrés à la figure 1 ont été fabriqués par les fabricants d'instruments du centre médical universitaire de Groningue (UMCG ; « Research Instrumenten-makerij »). Les incubateurs ont été conçus dans une forme rectangulaire, avec des dimensions de 300 mm × 140 mm et une hauteur de 40 mm. Chaque incubateur a été conçu pour avoir une entrée et une sortie pour permettre l'écoulement des gaz, et une soupape de pression de sécurité. Les incubateurs étaient composés de deux parties distinctes, la chambre et le couvercle. Les chambres ont été scellées avec les couvercles à travers quatre pinces métalliques situées sur le côté de chaque chambre. Les concentrations en oxygène choisies pour les expériences de la présente étude étaient : 42 %, 53 %, 63 % et 87 %, l'oxygène étant uniquement complété par de l'azote. De plus, des expériences de contrôle ont été faites avec de l'air ordinaire, dans ce qui suit appelé 21 % d'oxygène.

Le nébuliseur Ventobra24, commercialisé par PARI Pharma et fourni par Westfalen AG, a été choisi comme dispositif médical représentatif pour le procédé expérimental de désinfection par l'oxygène. Cet appareil est « semi-critique » selon les critères de Spaulding. Le système Ventobra a récemment été approuvé par l'Agence européenne des médicaments pour une utilisation par les patients atteints de mucoviscidose (EMA/169,512/2015 Page 3/3). Dans notre étude, une attention particulière a été portée au combiné Tolero® du nébuliseur Ventobra, utilisé comme cible pour différents protocoles de désinfection.

Le combiné Tolero a été démonté en ses trois parties distinctes, à savoir une membrane en plastique (MB), un embout buccal (MP) et une pièce métallique (MT), comme illustré à la Fig. 2. La bactérie sélectionnée pour l'expérience de contamination était P aeruginosa ATCC 27 853, cultivé comme décrit ci-dessus. Les surfaces des trois parties séparées du dispositif ont été délibérément contaminées en les mettant en contact pendant ~ 10 s avec une suspension bactérienne de 2 à 4 × 106 UFC/mL dans du PBS (OD600 de 0,05). Les trois parties de l'appareil contaminées ont ensuite été laissées sécher à l'air dans une armoire LAF, puis placées dans des incubateurs à gaz pour un traitement avec un flux continu de la concentration d'oxygène la plus élevée testée, 87 % d'O2, pendant 30 min (0,8 kPa). Après le traitement, deux approches ont été suivies pour évaluer le nombre de bactéries sur les surfaces des pièces du dispositif. L'approche « emboutissage » impliquait l'application par contact de chaque pièce du nébuliseur sur une plaque BA. En revanche, l'approche « écouvillonnage » impliquait la collecte de bactéries à partir des surfaces des pièces de l'appareil avec un coton-tige stérile et le striage ultérieur des plaques BA. Les plaques BA ont ensuite été incubées pendant une nuit à 37 ° C et la croissance bactérienne a été inspectée le lendemain.

Le combiné du nébuliseur Tolero. La partie supérieure de l'image montre le combiné entièrement assemblé, tandis que la partie inférieure de l'image montre ses trois composants principaux lors du démontage, à savoir l'embout buccal (MP), la membrane (MB) et la partie métallique (MT).

Pour le contrôle, les méthodes d'estampage et d'écouvillonnage ont été appliquées selon deux approches différentes. Tout d'abord, les trois pièces de l'appareil délibérément contaminées ont été désinfectées par immersion dans de l'éthanol à 70 % ou du peroxyde d'hydrogène à 30 % pendant 10 min, séchées à l'air dans une armoire LAF pendant 10 min et testées pour la contamination bactérienne. Cela nous a permis de vérifier que les pièces de l'appareil étaient exemptes de bactéries avant leur réutilisation. Deuxièmement, pour s'assurer qu'aucune trace de désinfectant n'était présente sur les surfaces de l'appareil avant la (re-)contamination bactérienne, ce qui pourrait fausser les résultats de nos expériences, les pièces qui avaient été désinfectées avec de l'éthanol à 70 % ou du peroxyde d'hydrogène à 30 % ont été immergées dans eau MilliQ stérile pendant 10 s.

Les résultats sont présentés en moyenne + / - écart type. L'analyse statistique des données a été réalisée avec GraphPad Prism 8.0.1 (GraphPad Software, USA), où une valeur de p < 0,05 était considérée comme significative. Le test appliqué était l'Anova bidirectionnelle.

La tolérance à l'oxygène de différentes souches bactériennes bien caractérisées a été étudiée en les exposant dans des incubateurs à gaz à 21 % (c'est-à-dire de l'air ordinaire), 43 % ou 53 % d'oxygène. Comme présenté dans les Fig. 3, 4 et 5 sensibilités différentes à l'oxygène ont été observées selon la souche bactérienne testée. En particulier, après 30 min d'incubation, le comptage des UFC a indiqué que S. aureus HG-001, E. faecalis ATCC 29 212, E. faecalis ATCC 51 299 et E. coli ATCC 25 922 étaient généralement moins sensibles à l'oxygène que P. aeruginosa ATCC 27 853 ( figure 3). Alors que le nombre de bactéries viables S. aureus HG-001 et E. coli ATCC 25 922 a été réduit d'environ dix fois à 53 % d'oxygène, à cette concentration d'oxygène, aucune ou au plus dix fois la réduction du nombre de bactéries viables n'a été observée pour les deux souches d'E. faecalis ATCC 29 212 et ATCC 51 299, respectivement. En revanche, le nombre viable de P. aeruginosa ATCC 27 853 était réduit de 500 à 100 fois à des concentrations d'oxygène supérieures à 21 % (Fig. 3), ce qui suggère que cette bactérie est la plus sensible à l'exposition à l'oxygène moléculaire.

Sensibilité bactérienne à l'oxygène. La sensibilité bactérienne à l'oxygène est exprimée en UFC/mL. Le temps d'incubation a été fixé à 30 min à trois concentrations d'oxygène différentes, à savoir 21 %, 42 % et 53 %. Une ANOVA à deux voies a révélé des différences statistiquement significatives dans la viabilité des souches bactériennes à des concentrations croissantes d'oxygène (valeur de p < 0,0001). Il convient de noter que nous attribuons la sensibilité à l'oxygène apparemment légèrement plus élevée de P. aeruginosa à 42 % d'O2 qu'à 53 % d'O2 à une variation dans la configuration de cette série particulière d'expériences, même si les différences dans le nombre d'UFC/mL ont montré une signification statistique. .

Dépendance au temps dans la destruction médiée par l'oxygène de (A) S. aureus HG-001 et (B) P. aeruginosa ATCC 27,853. S. aureus HG-001 et P. aeruginosa ATCC 27 853 ont été traités avec 63 % d'O2 pendant 1, 5, 10 ou 30 min et étalés sur de la gélose BA.

Survie de P. aeruginosa ATCC 27 853 et S. aureus HG-001 après exposition à 63 % d'oxygène moléculaire, les témoins ont été incubés à 21 % d'oxygène. La sensibilité bactérienne à l'oxygène est exprimée en UFC/mL. Les temps d'incubation ont été fixés à 1, 5, 10 et 30 min. Une ANOVA à deux voies a révélé des différences statistiquement significatives dans la viabilité des souches bactériennes à différents moments (valeur de p <0,0001).

Pour déterminer si une condition d'oxygène atmosphérique triple permettrait une élimination plus efficace de S. aureus HG-001 et P. aeruginosa ATCC 27 853, et pour se rapprocher du temps d'incubation optimal, une prochaine série d'expériences a été réalisée. Comme le montrent les Fig. 4 et 5, à 63 % d'oxygène, le nombre viable de P. aeruginosa ATCC 27 853 a rapidement diminué avec le temps, pratiquement toutes les bactéries de l'inoculum étant éliminées après 10 minutes d'incubation. En revanche, S. aureus HG-001 a démontré une tolérance beaucoup plus élevée à une exposition à 63 % d'oxygène, le nombre viable étant réduit d'environ dix fois après 30 min d'incubation.

Pour évaluer la possibilité de désinfecter les combinés de nébuliseur avec de l'oxygène, le combiné Tolero d'un nébuliseur Ventobra a été démonté en ses trois parties principales : la membrane (MB), la partie métallique (MT) et l'embout buccal (MP). Ces trois parties ont ensuite été contaminées individuellement par P. aeruginosa ATCC 27,853. Pour étudier l'éventuelle désinfection par l'oxygène, les trois parties contaminées ont été exposées pendant 30 min à 87 % d'oxygène. Cette condition a été choisie pour assurer une exposition maximale à l'oxygène. Pour le contrôle, les parties contaminées ont été désinfectées avec de l'éthanol à 70 % ou du peroxyde d'hydrogène à 30 %. Lors d'une exposition à l'oxygène ou d'une désinfection avec de l'éthanol ou du peroxyde d'hydrogène, les différentes parties ont été « estampées » sur des plaques BA qui ont ensuite été incubées pendant une nuit à 37 °C. La figure 6 montre que la désinfection à l'éthanol ou au peroxyde d'hydrogène a conduit à l'élimination complète des bactéries.

Désinfection à l'éthanol ou au peroxyde d'hydrogène des pièces du nébuliseur contaminées par P. aeruginosa ATCC 27,853. Les pièces contaminées du nébuliseur ont été estampées sur des plaques BA avant ou après désinfection avec 70 % d'éthanol ou 30 % de peroxyde d'hydrogène (H2O2). Les plaques ont ensuite été incubées pendant une nuit à 37°C. Les flèches jaunes marquent les taches de mousse générées par le peroxyde d'hydrogène. MB, membrane ; MT, partie métallique ; MP, porte-parole.

La figure 7 montre les effets d'une désinfection par oxygène à 87 % des pièces du nébuliseur contaminées par P. aeruginosa. Après 30 minutes d'exposition à l'oxygène, une nette réduction de la charge bactérienne a été observée pour les trois parties, mais elle était particulièrement évidente pour l'embout buccal contaminé. Cela a été visualisé à la fois par les méthodes d'estampage et d'écouvillonnage.

Désinfection à médiation par l'oxygène des pièces du nébuliseur contaminées par P. aeruginosa ATCC 27,853. Les pièces du nébuliseur contaminées par des bactéries ont été pressées sur des plaques BA avant ou après un traitement de 30 minutes avec 87 % d'oxygène. Alternativement, les parties du nébuliseur délibérément contaminées par des bactéries ont été tamponnées avec un bâtonnet de coton-tige avant ou après un traitement de 30 minutes avec 87% d'oxygène avec placage ultérieur de bactéries remises en suspension des bâtonnets de coton-tige. Toutes les plaques ont été incubées pendant une nuit à 37°C. MB, membrane ; MT, partie métallique ; MP, porte-parole.

Dans la présente étude, nous avons testé l'efficacité d'une approche de désinfection à base d'oxygène contre un groupe d'agents pathogènes opportunistes, comprenant à la fois des espèces bactériennes à Gram négatif et à Gram positif. Les bactéries ont été exposées à différentes concentrations d'oxygène bien au-dessus de la concentration atmosphérique de 21 %. Nos résultats montrent que la sensibilité à l'oxygène dépend de différents facteurs, tels que l'espèce bactérienne, la durée du traitement et le pourcentage d'oxygène. Fait intéressant, parmi les bactéries testées, P. aeruginosa s'est démarquée en montrant la sensibilité à l'oxygène la plus élevée. De plus, nous montrons que l'on peut tirer parti de la sensibilité à l'oxygène de P. aeruginosa pour réduire sa charge sur les dispositifs médicaux, comme illustré avec le nébuliseur combiné Tolero. Ce combiné est utilisé par des patients souffrant de troubles pulmonaires comme la mucoviscidose et, par conséquent, il est fréquemment contaminé par P. aeruginosa. Bien que notre présente étude montre que les désinfectants traditionnels, tels que l'éthanol ou le peroxyde d'hydrogène, sont plus efficaces pour éliminer les charges élevées de P. aeruginosa contaminant, il faut se rendre compte que les charges bactériennes élevées appliquées aux pièces de l'appareil dans la présente étude sont peu susceptibles de être atteint par une utilisation quotidienne. Il est important de noter que nos observations montrent que la décontamination à médiation par l'oxygène la plus efficace est obtenue pour l'embout buccal qui, lors de l'utilisation, est la partie qui sera la plus exposée aux micro-organismes dans la cavité buccale du patient.

Alors que l'oxygène est un puissant accepteur d'électrons qui alimente le métabolisme de nombreux organismes dans les trois règnes de la vie, c'est aussi un puissant agent toxique. L'atmosphère de notre planète contient des niveaux d'oxygène allant jusqu'à 21% et les micro-organismes aérobies et les organismes supérieurs, y compris les humains, ont appris à faire face à cette condition environnementale potentiellement dangereuse. En général, les procaryotes sont plus résistants aux concentrations d'oxygène supérieures à 40 % que les eucaryotes25,26. Ainsi, des niveaux élevés d'oxygène peuvent en fait être appliqués pour stimuler la croissance microbienne dans les bioréacteurs, bien qu'une exposition prolongée puisse entraîner des dommages oxydatifs à la fois des micro-organismes producteurs et de leurs produits27,28. Cependant, on sait relativement peu de choses sur les limites absolues de la tolérance à l'oxygène par différentes espèces bactériennes. En particulier, la tolérance à l'oxygène a été étudiée de manière très détaillée pour les bactéries anaérobies jusqu'à la limite fixée par la concentration atmosphérique en oxygène de 21 %, car des concentrations en oxygène plus élevées sont considérées comme non physiologiques29,30. Pour la même raison, très peu d'attention a été accordée aux limites de tolérance à l'oxygène des bactéries aérobies, même celles qui favorisent les niches à tensions d'oxygène fluctuantes comme les voies respiratoires humaines. Cela a soulevé la question de savoir dans quelle mesure ces bactéries aérobies, y compris les agents pathogènes opportunistes comme P. aeruginosa, peuvent gérer des concentrations d'oxygène supérieures à 21 %. En conséquence, la présente étude visait à explorer les effets potentiellement bactéricides des mélanges de gaz, avec des teneurs en oxygène supérieures aux 21 % atmosphériques, et à évaluer si de telles concentrations élevées en oxygène peuvent être appliquées pour désinfecter les dispositifs médicaux. Nos résultats montrent que P. aeruginosa est particulièrement sensible aux niveaux élevés d'oxygène. Nous considérons cette observation comme pertinente, car P. aeruginosa est un colonisateur notoire des poumons des patients présentant une altération des fonctions pulmonaires, y compris les patients atteints de mucoviscidose, ce qui impose la nécessité de minimiser les charges bactériennes sur les dispositifs médicaux utilisés par ces patients.

La désinfection et la stérilisation appropriées des dispositifs médicaux sont des questions d'une importance particulière pour la protection des patients présentant une sensibilité accrue à la colonisation bactérienne et à l'infection. En conséquence, les prestataires de soins de santé et les développeurs de dispositifs médicaux ont un besoin évident de protocoles efficaces pour éliminer ou au moins minimiser l'exposition des patients fragiles aux agents pathogènes potentiels. De plus, les contaminations microbiennes peuvent interférer avec la fonctionnalité des dispositifs médicaux. La contamination bactérienne est donc un problème constant qui compromet la sécurité des dispositifs, en particulier s'ils ont des surfaces avec une activité de l'eau relativement élevée qui favorisent la croissance microbienne et entrent en contact direct avec les patients31,32. Une autre considération importante liée à la décontamination microbienne est la possibilité de réutiliser des dispositifs coûteux qui seraient autrement jetés après utilisation. Les nébuliseurs appartiennent à cette catégorie d'appareils coûteux à haut risque de colonisation, ce qui nécessite des procédures de désinfection efficaces et applicables à domicile. Nos résultats actuels montrent que cela pourrait, en principe, être réalisé en exposant ces dispositifs à des concentrations élevées d'oxygène dans un incubateur dédié. Une valeur ajoutée évidente de la désinfection par l'oxygène serait que l'oxygène moléculaire, contrairement à d'autres produits chimiques, ne compromettra pas la réutilisation des nébuliseurs et autres dispositifs médicaux.

Une valeur ajoutée possible dérivée d'un traitement à base d'oxygène contre P. aeruginosa concernerait la prédilection de cette bactérie pour le mucus qui s'accumule dans les poumons des patients atteints de mucoviscidose. Ce mucus est appauvri en oxygène, ce qui obligerait les bactéries à dépendre davantage de la respiration anaérobie33. Fait intéressant, il a été montré par Gupta et al., que P. aeruginosa dans des conditions anoxiques présente une sensibilité réduite aux antibiotiques, en particulier aux aminoglycosides34. Cette observation est importante, car les patients atteints de mucoviscidose doivent subir une administration fréquente d'antibiotiques qui pourraient, avec le temps, devenir moins efficaces en raison de la résistance bactérienne acquise aux antimicrobiens. Potentiellement, la désinfection des nébuliseurs avec des concentrations élevées d'oxygène pourrait ainsi aider à minimiser l'exposition des patients atteints de mucoviscidose à P. aeruginosa résistant aux antimicrobiens.

En conclusion, nous prévoyons que les effets toxiques de l'oxygène moléculaire pourraient devenir un puissant allié dans la lutte contre les pathogènes bactériens. Avec l'avantage d'être sans danger pour l'usage humain, l'oxygène représente un outil pour freiner la croissance de certains pathogènes opportunistes qui contaminent et colonisent les surfaces biotiques et abiotiques. En conséquence, il pourrait par exemple être appliqué également dans la désinfection des incubateurs néonatals après utilisation, car ces incubateurs sont des dispositifs coûteux qui peuvent être contaminés par des agents pathogènes qui représentent une menace particulière pour la santé des nouveau-nés prématurés32. Ce principe peut même être étendu à des applications non médicales, y compris l'industrie alimentaire où des niveaux élevés d'oxygène combinés à une faible activité de l'eau peuvent aider à prévenir la détérioration. Cependant, la principale limitation des approches de désinfection à base d'oxygène réside dans une élimination potentiellement incomplète des contaminants microbiens, comme documenté dans notre présente étude. Les autres facteurs identifiés qui déterminent l'efficacité de la désinfection à base d'oxygène sont les espèces bactériennes contaminantes, la durée d'exposition à l'oxygène et la concentration d'oxygène appliquée. Jusqu'à ce qu'une solution appropriée soit trouvée pour ces facteurs potentiellement limitants, nous préconisons donc des approches qui combinent l'utilisation d'oxygène élevé avec d'autres désinfectants comme l'éthanol ou le peroxyde d'hydrogène.

Toutes les données générées et analysées au cours de la présente étude sont disponibles.

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Les auteurs remercient Westfalen AG pour la fourniture de mélanges de gaz, et Anna Borgmann, Hans ten Heggeler et Edo Ebskamp pour leur soutien logistique et technique et leurs discussions utiles.

FMC, AWF et JMvD ont reçu un financement du programme de recherche et d'innovation Horizon 2020 de l'Union européenne dans le cadre de la convention de subvention Marie Skłodowska-Curie n° 713482 (programme ALERT). Cette étude a été soutenue par le projet financé par INTERREG VA (122084) health-i-care (http://www.health-i-care.eu), qui fait partie d'un réseau transfrontalier néerlandais-allemand soutenu par la Commission européenne, le ministère néerlandais de l'Économie, le ministère de l'Économie, de l'Innovation, de la Numérisation et de l'Énergie de l'État fédéral allemand de Rhénanie du Nord-Westphalie, le ministère des Affaires nationales et européennes et du Développement régional de Basse-Saxe et les provinces néerlandaises de Drenthe, Flevoland, Fryslân, Gelderland , Groningue, Noord-Brabant et Overijssel.

Département de microbiologie médicale et de prévention des infections, Université de Groningue, Centre médical universitaire de Groningue, HPC EB80, Hanzeplein 1, 9713, GZ, Groningue, Pays-Bas

Francis M. Cavallo, Richard Kommers, Alexander W. Friedrich, Corinna Glasner et Jan Maarten van Dijl

Département de microbiologie médicale, Université de Groningen, University Medical Center Groningen, Hanzeplein 1, PO Box 30001, 9700, RB, Groningen, Pays-Bas

Jan Maarten van Dijl

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FMC, AWF, CG et JMvD ont conçu la présente étude ; FMC et RK ont réalisé les expériences ; FMC, RK et JMvD ont analysé les données ; FMC a rédigé le manuscrit ; et FMC, CG et JMvD ont édité le manuscrit. Tous les auteurs ont lu et approuvé le manuscrit.

Correspondance avec Jan Maarten van Dijl.

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

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Réimpressions et autorisations

Cavallo, F., Kommers, R., Friedrich, A. et al. L'exploration de la désinfection des dispositifs médicaux par l'oxygène révèle une sensibilité élevée de Pseudomonas aeruginosa aux niveaux élevés d'oxygène. Sci Rep 12, 18243 (2022). https://doi.org/10.1038/s41598-022-23082-3

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Reçu : 23 janvier 2022

Accepté : 25 octobre 2022

Publié: 29 octobre 2022

DOI : https://doi.org/10.1038/s41598-022-23082-3

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